Advertisement
Usuwanie związków azotu ze ścieków - biologiczna deamonifikacja
Usuwanie ze ścieków związków biogennych, tj. azotowych i fosforowych, jest od wielu lat obiektem zainteresowania zarówno badaczy, jak i praktyków. Uregulowania prawne wymuszają stosowanie technik oczyszczania ścieków nie tylko z substancji organicznych, ale także związków fosforu i azotu. Związki te stanowią pożywkę dla flory i fauny wodnej. Jednak ich nadmiar nie jest w wodach pożądany.

Związki azotu ulegają biochemicznym i fizykochemicznym przemianom, w wyniku których powstaje amoniak. Związek ten jest toksyczny dla żywych organizmów. Związki fosforu nie oddziałują toksycznie na organizmy wodne, ale ich obecność powoduje proces eutrofizacji wód. Ponieważ największe ilości związków biogennych trafia do wód powierzchniowych ze zrzutów ścieków miejskich i przemysłowych, należy usuwać te związki w procesach oczyszczania ścieków.

Usuwanie ze ścieków związków biogennych, tj. azotowych i fosforowych, jest od wielu lat obiektem zainteresowania zarówno badaczy, jak i praktyków. Uregulowania prawne wymuszają stosowanie technik oczyszczania ścieków nie tylko z substancji organicznych, ale także związków fosforu i azotu. Związki te stanowią pożywkę dla flory i fauny wodnej. Jednak ich nadmiar nie jest w wodach pożądany.

Image

Image

Image

Image

Image

Image

Image

Image

Związki azotu ulegają biochemicznym i fizykochemicznym przemianom, w wyniku których powstaje amoniak. Związek ten jest toksyczny dla żywych organizmów. Związki fosforu nie oddziałują toksycznie na organizmy wodne, ale ich obecność powoduje proces eutrofizacji wód. Ponieważ największe ilości związków biogennych trafia do wód powierzchniowych ze zrzutów ścieków miejskich i przemysłowych, należy usuwać te związki w procesach oczyszczania ścieków [1]. Usuwanie związków amonowych ze ścieków metodami chemicznymi jest kosztowne, zaś zagospodarowanie powstających osadów bywa kłopotliwe. Inną drogą usuwania nieorganicznych związków azotu ze ścieków jest ich biologiczny rozkład [2].
W ściekach dopływających do oczyszczalni azot występuje w związkach organicznych i w solach amonowych. W tej postaci część azotu jest wykorzystywana do budowy nowych komórek mikroorganizmów prowadzących biochemiczny rozkład zanieczyszczeń. Jednak zużycie związków azotowych w procesach wzrostu nie jest zbyt duże i nadmiar azotu jest usuwany ze ścieków w postaci gazowej. Przebiega to etapami – w etapie początkowym organiczne związki azotu są przekształcane do amoniaku i soli amonowych a następnie, w warunkach tlenowych, w wyniku nitryfikacji związki amonowe są utleniane do azotynów i azotanów. Kolejnym etapem jest denitryfikacja, w wyniku której, w warunkach beztlenowych, azotany są redukowane do azotu cząsteczkowego [3]. Przemiany azotu w oczyszczalni ścieków zostały schematycznie pokazane są na rys. 1.
Wysokie stężenie azotanów jest niebezpieczne dla zdrowia a w szczególności dla zdrowia dzieci. Nitrozoaminy tworzące się poprzez azotyny i azotany są kancerogenne w wysokich stężeniach (powyżej 20 mg/dm3).
Biologiczna redukcja azotu opiera się na dwóch głównych zasadach: asymilacji – wiązania azotu w komórce bakterii poprzez produkcje biologicznych substancji komórkowych, dysymilacji – redukcji azotu z azotynów i azotanów do formy gazowej. Najbardziej rozpowszechnioną metodą redukcji w ściekach jest metoda bazująca na dysymilacji. Niemniej, proces ten wymaga, aby azot był najpierw przekształcony do postaci azotynów i azotanów w wyniku nitryfikacji. Po nitryfikacji azot może być następnie zredukowany (dysymilacja) na drodze denitryfikacji [4].
Rosnące zainteresowanie usuwaniem azotu ze ścieków wymaga dostosowania rozwiązań technologicznych do różnorodnych wymagań, co prowadzi do opracowywania nowych procesów. Innowacje obejmują zarówno nowe procesy mikrobiologiczne, jak i nowe rodzaje stosowanych reaktorów a najczęściej te dwa aspekty są ze sobą powiązane. Szczególne zainteresowanie budzą ścieki zawierające podwyższone stężenia związków azotowych, których oczyszczenie tradycyjną metodą nitryfikacji/denitryfikacji może być utrudnione.
Doniesienia z poprzednich lat dopuszczały możliwość eliminacji azotu również w obecności tlenu. Informacje te oceniano jednak bardzo różnorodnie, ponieważ z jednej strony często w badaniach nie prowadzono pomiarów zawartości tlenu, a z drugiej strony argumentowano, że w niejednorodnie rozprzestrzenionej biomasie mogą tworzyć się mikrosfery anoksyczne.
Usuwanie azotu w warunkach tlenowych możliwe jest bądź dzięki wykorzystaniu bakterii, które są zdolne do jednoczesnego oddychania tlenowego i azotanowego, bądź przez prowadzenie w pojedynczym aparacie jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji. Ten drugi proces jest realizowany poprzez wydzielenie w aparacie stref tlenowych i anoksycznych. Brak jest w literaturze przedmiotu danych dotyczących możliwości przebiegu jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji w warunkach homogenicznych, tzn. bez wydzielonych stref tlenowych i anoksycznych. Jednak sprawdziła się hipoteza o możliwości jednoczesnego przebiegu nitryfikacji i denitryfikacji w pojedynczym aparacie w warunkach tlenowych, homogenicznych.
Badania prowadzone w latach 90. XX wieku pokazały, że grupa bakterii, które mogą być wykorzystane w procesach biologicznego usuwania związków azotu ze ścieków jest znacznie obszerniejsza niż przedtem przypuszczano [5], Najprostszą droga do usprawnienia procesów usuwania związków azotu ze ścieków jest skrócenie nitryfikacji, tzn. zatrzymanie nitryfikacji na pierwszym etapie (utlenianie związków amonowych do azotynów), a następnie przeprowadzenie denitryfikacji. Innym sposobem skrócenia nitryfikacji jest wykorzystanie różnic w szybkości wzrostu poszczególnych grup mikroorganizmów. Najczęściej wybieranym czynnikiem jest temperatura. W temperaturze powyżej 15°C szybkość wzrostu bakterii utleniających azot amonowy jest większa od szybkości wzrostu bakterii utleniających azotyny. Wymaga to kontrolowania wieku osadu [6, 7] bądź szybkości rozcieńczania w hodowlach ciągłych bez recyrkulacji biomasy. Metoda ta jest wykorzystywana w opisanym poniżej procesie SHARON. Baterie nitrifikujące mogą być zdolne do denitryfikacji i przekształcania azotu amonowego w azot cząsteczkowy
[8, 9]. Philips i in. [10] sformułowali hipotezę, ze w warunkach ograniczonego dostępu tlenu w osadach, bakterie nitryfikujące przestawiają się z nitryfikacji do limitowanej tlenem autotroficznej nitryfikacji-denitryfikacji. Taka zmiana metabolizmu zwiększa szansę przeżycia. Wydzielane pęcherzyki azotu wynoszą bakterie z osadów dennych na powierzchnie, gdzie występują korzystniejsze warunki dla ich wzrostu. Pomiary z wykorzystaniem znaczników izotopowych wykazały, że wspomniane przemiany stanowią znaczący udział w przemianach związków azotu w warunkach deficytu tlenu [10].
Liczne badania wykazały, że w naturze występują co najmniej dwa różne mechanizmy biologicznego utleniania związków amonowych w warunkach beztlenowych [11]. Bakterie należące do tlenowych nitryfikatorów, jak np. Nirosomonas eutropha, wykazują zdolność do redukcji azotynów wykorzystując związki amonowe lub hydroksyloaminę jako donora elektronów. Maksymalna szybkość utleniania związków amonowych wynosi
ok. 2 μmol NH3/min g białek [9].
Inna grupa drobnoustrojów autotroficznych wykorzystuje azotyny jako akceptory elektronów bardziej efektywnie osiągając szybkość utleniania amoniaku do 55 μmol/min g białek [12, 13,]. Tę metodę utleniania związków amonowych określono jako anammox (anearobic ammonia oxidation) [14]. Podstawową cechą procesu canon jest brak zapotrzebowania na organiczne źródło węgla, co pozwala na zastosowanie tego procesu do oczyszczania ścieków zawierających duże stężenia związków amonowych i niewielkie stężenia substancji organicznych [15]. Połączenie w jednej instalacji procesów canon i anammox zostało opatentowane i sprawdzone w skali przemysłowej [16].

Tlenowa deamonifikacja

Liczne doniesienia wskazują na występowanie bakterii zdolnych do jednoczesnego oddychania tlenowego i azotanowego
[17, 18]. Stwierdzono, że część tych bakterii są to heterotroficzne nitryfikatory utleniające związki amonowe do azotynów i redukujące azotyny do azotu cząsteczkowego lub czasami do N2O [19, 20]. Mimo, iż heterotroficzna nitryfikacja znana była od dawna [3], to uznawano, że nie ma ona istotnego udziału w przemianach związków azotu. Główną przyczyną takich stwierdzeń było to, że powszechną metodą oceny szybkości nitryfikacji jest pomiar szybkości powstawania produktów tzn. azotynów i azotanów. Tymczasem heterotroficzne nitryfikatory nie akumulują znaczących ilości tych związków. Obserwacje, że Thiosphaera pantotrofa jest nie tylko heterotroficznym nitryfikatorem, ale także tlenowym denitryfikatorem [5, 21, 22] wymusiły zmianę poglądu na rolę tych drobnoustrojów w przemianach azotu. Bilanse azotu dla hodowli czystych kultur [19, 23] wykazały, ze szybkość heterotroficznej denitryfikacji wielu szczepów drobnoustrojów jest znacznie wyższa niż dotychczas przypuszczano. Badania nad współzawodnictwem Nitrosomonas europea i Thiosphaera pantotropha w hodowlach ciągłych wykazały, że T.pantotropha, przy niskich stężeniach rozpuszczonego tlenu oraz wysokich stosunkach C/N, może szybciej asymilować azot amonowy niż N.europaea [24]. Dla małych stosunków C/N heterotroficzna nitryfikacja nie odgrywa istotnej roli. Warto zwrócić uwagę, że nawet dla wysokich stosunków C/N udział heterotroficzne nitryfikacji, mimo że znaczący, jest mniejszy od asymilacji związków azotowych przez rosnącą biomasę drobnoustrojów. Wykorzystanie heterotroficznej nitryfikacji do usuwania związków azotu ze ścieków związane jest ze znacznymi przyrostami biomasy, co nie jest korzystne w wielu przypadkach.
Niektórzy autorzy przypuszczali, że aerobowe denitryfikatory są dosyć rozpowszechnione w przyrodzie [25]. W warunkach kontrolowanych drobnoustroje te mogłyby zostać wykorzystane do usuwania związków azotu ze ścieków przyczyniając się do redukcji kosztów dzięki zmniejszeniu objętości (lub wręcz eliminacji) reaktorów anoksycznych [199].
Lukow i Diekmann [25] prowadzili hodowlę wzbogacającą aerobowych denitryfikatorów pochodzących z komory napowietrzania oczyszczalni ścieków i stwierdzili, że wyodrębnione drobnoustroje przeprowadzają wydzielanie azotu dla stężeń rozpuszczonego tlenu poniżej 30% stanu nasycenia. Wyznaczone wartości współczynników wydajności biomasy względem substratów (0,3 C-mol/C-mol dla kw.propionowego, 0,78 C-mol/C-mol dla kwasu butylowego i 0,55 C-mol/C-mol dla etanolu) są zbliżone do wartości uzyskiwanych w tlenowym wzroście heterotrofów, co przemawia za hipotezą o występowaniu tlenowej deamonifikacji.
Występowanie jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji w warunkach tlenowych było obserwowane w instalacjach oczyszczani ścieków od dawna [26]. Przyjmuje się, że proces przebiega dzięki obecności stref tlenowych i anoksycznych w pojedynczym aparacie w tym samym czasie. Wystąpienie stref tlenowych i atoksycznych można uzyskać poprzez:
• ograniczone napowietrzanie cienkich warstw z unieruchomionymi drobnoustrojami;
• unieruchamianie drobnoustrojów wewnątrz żelu (polimeru);
• wykorzystanie membranowych systemów napowietrzania;
• wykorzystanie oporów transportu tlenu wewnątrz kłaczków osadu.
Badania Littletona i in. [27] drobnoustrojów pobranych z reaktorów, w których stwierdzono występowanie jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji wykazały, że dominujące znaczenie mają autotroficzne nitryfikatory i heterotroficzne denitryfikatory. Udział autotroficznej denitryfikacji i heterotroficznej nitryfikacji był znikomy.
Z uwagi na małą szybkość wzrostu drobnoustrojów nitryfikujących korzystne są takie rozwiązania procesowo-aparaturowe, które prowadzą do zatrzymania mikroorganizm w reaktorze. Można to uzyskać poprzez odpowiednią recyrkulację osadu lub jego unieruchomienie w reaktorze na powierzchni stałego nośnika lub wewnątrz matrycy polimerowej.
W reaktorach tarczowych możliwe jest jednoczesne usuwanie związków organicznych (redukcja ChZT) oraz związków amonowych
w wyniku jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji [28]. Szybkość usuwania ChZT dochodzi do
26 g/m2d, zaś związków azotu do 1,9 g-N/m2d.
Innym sposobem tworzenia stref tlenowych i anoksycznych jest wykorzystanie reaktorów membranowych. Półprzepuszczalna przegroda może być wykorzystana do dostarczania tlenu, źródła węgla jednocześnie stanowi nośnik, na którym rozwija się błona biologiczna [29, 30].
Ciekawym sposobem przeprowadzenia jednoczesnej nitryfikacji i denitryfikacji jest koimmobilizacja bakterii nitryfikujących i denitryfikujących w stałym nośniku [31].
W wyniku oporów dyfuzyjnych transportu tlenu w nośniku wytwarza się gradient stężenia tlenu i w efekcie tworzą się dwie strefy: natleniona przy powierzchni nośnika i anoksyczna w jego wnętrzu.
Uemoto i Saiki [32] zaproponowali unieruchamianie drobnoustrojów nie w kulkach nośnika, ale w kapilarach. Oczyszczane ścieki o małym stężeniu związków organicznych przepływają na zewnątrz kapilar, gdzie panują warunki tlenowe, zaś wewnątrz kapilar przepływa roztwór zawierający dodatkowe źródło węgla (np. metanol). Schemat aparatu przedstawiono na rysunku 3.
W układzie homogenicznym procesy nitryfikacji i denitryfikacji mogą przebiegać jako układ przemian następczych. Szybkość nitryfikacji wzrasta wraz ze wzrostem stężenia rozpuszczonego tlenu. Wzrasta też szybkość powstawania azotanów. Z kolei szybkość denitryfikacji wzrasta wraz ze wzrostem stężenia azotanów i maleje ze wzrostem stężenia rozpuszczonego tlenu. Dla niskich stężeń rozpuszczonego tlenu ogólna szybkość usuwania azotu jest równa szybkości nitryfikacji będącej etapem limitującym. Z kolei przy wysokich stężeniach rozpuszczonego tlenu hamowanie denitryfikacji powoduje zmniejszanie szybkości usuwania azotu. Największą szybkość usuwania azotu uzyskuje się dla takiego stężenia rozpuszczonego tlenu, dla którego szybkości nitryfikacji i denitryfikacji są sobie równe.
Zatem przy ustalonej kinetyce, graniczne stężenie rozpuszczonego tlenu jest zależne od stosunku nitryfikatorów do denitryfikatorów.
Na rysunku 4. przedstawiono zależność granicznego stężenia rozpuszczonego tlenu od udziału nitryfikatorów w osadzie czynnym. W obliczeniach wykorzystano średnie wartości parametrów kinetycznych osadu czynnego [33]. Wraz ze zwiększaniem się udziału nitryfikatorów maleje graniczne stężenie rozpuszczonego tlenu. Im więcej nitryfikatorów, tym przy niższym stężeniu rozpuszczonego tlenu szybkość nitryfikacji zrówna się z szybkością denitryfikacji.
Przeprowadzone serie badań dla różnych wartości stężenia rozpuszczonego tlenu oraz przy określonym, początkowym stężeniu źródła węgla i azotu oraz przy stałych wartościach temperatury i pH mieszaniny potwierdziły te przypuszczenia.
Na rysunku 5 przedstawiono zależność stężenia azotu całkowitego dla różnych stężeń rozpuszczonego tlenu od czasu. Stwierdzono, że dla czterech przypadków, gdzie stężenie rozpuszczonego tlenu jest w przedziale 0,2 do 1,2 mg/dm3, następuje spadek stężenia azotu całkowitego w czasie hodowli. Największa szybkość usuwania azotu występuje przy stężeniu rozpuszczonego tlenu równym
0,6 mg/dm3. Warto również podkreślić, iż wraz ze wzrostem stężenia rozpuszczonego tlenu, malała szybkość usuwania azotu, a proces deamonifikacji obserwowano dla stężeń rozpuszczonego tlenu do wartości 1,2 mg/dm3.
W warunkach beztlenowych nie obserwowano usuwania azotu. Ponieważ jedynym źródłem azotu były sole amonowe, więc w warunkach beztlenowych nie zachodził proces nitryfikacji.
W celu oszacowania szybkości usuwania azotu zastosowano aproksymację liniową dla zależności zmian zawartości azotu całkowitego przy różnym stężeniu rozpuszczonego tlenu. Uwzględniając charakter zmian zawartości azotu w czasie aproksymacja taka wydaje się być najbardziej odpowiednią. Wyniki aproksymacji przedstawiono na rysunku 6.
Współczynnik a (współczynnik kierunkowy prostej) w równaniu linii regresji określa szybkość zmian zawartości azotu całkowitego w czasie. Ujemna wartość tego współczynnika oznacza spadek, a dodatnia wzrost zawartości azotu całkowitego. Wyznaczając zależność współczynnika a od ilości tlenu rozpuszczonego można określić warunki napowietrzania, przy których następuje najszybszy spadek zawartości azotu całkowitego.
Z zależności liniowych można stwierdzić, że największą szybkość zmian azotu uzyskano dla stężenia rozpuszczonego tlenu 0,6 mg/dm3. Na rysunku 7 przedstawiono zależność szybkości zmian stężenia azotu całkowitego od zawartości rozpuszczonego tlenu.
Największą szybkość procesu uzyskano dla stężenia tlenu rozpuszczonego na poziomie 0,6 mg/dm3. Wartość ta jest zbliżona do wartości obliczonej z modelu osadu czynnego, która wyniosła ok. 0,5 mg/dm3. Wydaje się, że są to wartości "optymalne", tzn. przy tym stężeniu tlenu szybkości procesu nitryfikacji i denitryfikacja wyrównują się i procesy te mogą przebiegać jednocześnie. Warto podkreślić, że w reaktorze było intensywne mieszanie oraz nie zastosowano żadnego nośnika, w którym byłaby unieruchomiona biomasa w wyniku, czego nie tworzyły się strefy tlenowe i beztlenowe.
Otrzymana wartość doświadczalna

Image

jest większa od wartości przeciętnej dla tlenowego wzrostu heterotrofów wynoszącej 0,45 g/g [85]. Jest to spowodowane wzrostem w osadzie czynnym drobnoustrojów autotroficznych.
Na rysunku 8 przedstawiono zależność wartości współczynnika wydajności biomasy względem substratu od stężenia rozpuszczonego tlenu. Linią przerywana zaznaczono przeciętna wartość wydajności biomasy dla drobnoustrojów heterotroficznych. Wraz ze wzrostem stężenia rozpuszczonego tlenu rośnie wartość współczynnika wydajności biomasy względem substratu. Świadczy to o zwiększającym się udziale wzrostu bakterii autotroficznych w ogólnym przyroście biomasy. Można przypuszczać, że ten przyrost biomasy jest związany ze wzrostem bakterii nitryfikujących.
Przeprowadzona analiza usuwania azotu hodowlach okresowych i półciągłych z wykorzystaniem osadu czynnego i ograniczonym stężeniem rozpuszczonego tlenu pozwoliła na określenie warunków, w jakich może przebiegać usuwanie związków amonowych w warunkach tlenowych. Stwierdzono, że największa szybkość usuwania azotu występuje dla stężenia rozpuszczonego tlenu 0,6 mg/dm3. Wraz ze wzrostem stężenia rozpuszczonego tlenu, malała szybkość usuwania azotu, jednak obserwowano deamonifikację dla stężeń rozpuszczonego tlenu do 1,2 mg/dm3.
Badania hodowli okresowych potwierdziły możliwość jednostopniowego usuwania azotu w warunkach tlenowych. Stwierdzono także, że proces jest heterotroficzny. Występowały znaczne zmiany stężenia glukozy, zaś brak glukozy w podłożu powodował zahamowanie usuwania związków amonowych.
Przeprowadzone badania wskazują na możliwość usuwania związków azotu ze ścieków w wyniku jednoczesnej autotroficznej nitryfikacji i heterotroficzej denitryfikacji przebiegających w warunkach homogenicznych, tzn. bez wydzielonych stref tlenowych i anoksycznych. Możliwe jest zatem jednostopniowe usuwanie związków amonowych ze ścieków w warunkach tlenowych.

Magdalena Stawarz
Sylwester Stawarz
Politechnika Radomska

Literatura
1. Szewczyk K.W. Technologia biochemiczna. Oficyna Wydawnicza PW, Warszawa (2000).
2. Siegrist H., Reithaar S., Lais P. Nitrogen removal from digester supernatant – comparison of chemical and biological methods. Wat.Sci.Technol.; 37(4-5): 589-591, (1998).
3. Oczyszczanie ścieków i uzdatnianie wody – poradnik Arkady, Warszawa (1987).
4. Jetten M.S.M., Horn S.J., van Loosdrecht M.C.M. Towards a more sustanaible municipal wastewater treatment system. Wat.Sci.Technol.; 35(9): 171-180, (1997).
5. Jetten M.S.M., Logemann S., Muyzer G., Robertson L.A., de Vires S., Loosdrecht M.C.M., Kuenen J.G. Novel principles in the microbial conversion of nitrogen compounds. Antonie van Leeuwenhoek; 71(4): 75-93, (1997).
6. Fux Ch., M. Boehler, P. Huber „Biological tretment of ammonium-rich wastewater by partial nitritation and subsequent anaerobic ammonium oxidation (anammox) in a pilot plant Journal of Biotechnology 295-306 (2002).
7. Randall C.W., Buth D. Nitrite build-up in activated sludge resulting from temperature effects, J.Water Pollution Control Fed.; 56(9): 1039-1044 (1984).
8. Mulder J.W., L.A. Robertson, J.G Kuenen,
A A.van der Graff Anaerobic ammonium oxidation discoverd in a denitrifying fluidized bed reactor FEMS Microbiology Ecol, 16, 177-181, (1995).
9. Lee HJ, Bae JH, Cho KM Simultaneous nitrification and denitrification in a mixed methanotrophic culture, Biotechnology Letters; 23(12): 935-941, (2001).
10. Philips S, Wyffels S, Sprengers R, Verstraete
W Oxygen-limited autotrophic nitrification/denitrification by ammonia oxidisers enables upward motion towards more favourable conditions, Appl.Microbiol.Biotechnol.; 59(4-5): 557-566 (2002).
11. Teske A., Alm E., Regan J.H., Toze S., Rittman B.E., Stahl D.A. Evolutionary relationships among ammono– and nitrite-oxidizing bacteria, J.Bacteriol.; 76: 6623-6630, (1994).
12. Strous M., Van Gerven E., Zheng P., Kuenen J.G., Jetten M.S.M. Ammoniumn removal from concentrated waste streams with the anaerobic ammonium oxidation (ANAMMOX) process in different reaction configuration, Water Res.; 31(8): 1955-1962 (1997).
13. Choo KH, Stensel HD Sequencing batch membrane reactor treatment: Nitrogen removal and membrane fouling evaluation, Wat.Environ.Res.; 72(4): 490-498 (2000).
14. van de Graaf A.A., Mulder A., Slijkhuis H., Robertson L.A., Kuenen J.G. Anoxic ammonium oxidation,;(1): 388-391 (1980).
15. Third KA, Sliekers AO, Kuenen JG, Jetten MSM The CANON system (completely autotrophic nitrogen-removal over nitrite) under ammonium limitation: Interaction and competition between three groups of bacteria, System App.Microbiol.; 24( 4): 589-596 (2001).
16. Jetten M.S.M., M. C. M. van Loosdrecht Microbiological conversions in nitrogen removal. Wat.Sci.Tech. 38 (1), 1-7, (1998).
17. Zart D., I. Schmidt, E. Bock, Neue Wege vom Ammonium zum Stickstoff. w: „Okologie der Abwasserorganismen., ed. Lemmer, H., Griebe, T. i Flemming, H.-G.“, Springer-Verlaag Berlin, Heidelberg, pp. 183-191, (1996).
18. Robertson L.A., Kuenen J.G. Combined heterotropic nitrification and aerobic denitrification in Thiosphaera pantotropha and other bacteria. Antonie van Leeuwenhoek; 57(3): 139-152, (1990).
19. Robertson L.A., and J.G Kuenen,. Aerobic denitrification: a controversy revived. Arch. Microbiol., 139, 351-354, (1984).
20. Helmer C., Tromm C., Hippen A., Rosenwinkel K.H., Seyfried C.F., Kunst S. Single stage biological nitrogen removal by nitritation and anaerobic ammonium oxidation in biofilm systems, Wat.Sci.Technol.; 43(1):311-320 (2001).
21. Ludwig W., Mittenhuber G, Fredrich C.G. Transfer of Thiosphaera pantotropha to Paracoccus denitryficans, Int.J.Syst.Bacteriol; 43: 363-367 (1993).
22. Gupta A.B. Thiosphaera pantotropha: a sulphur bacterium capable of simultaneous heterotropic nitrification and aerobic denitryfication, Enz.Mirobial Technol.; 21(8): 589-595 (1997).
23. Robertson L.A., Kuenen J.G. Heterotrophic nitrification in Thisphaera pantotropha: Oxygen uptake and enzyme studies, J.Gen.Microbiol.; 134: 857-863 (1988).
24. van Niel EWJ, Arts P.A.M., Wesselink B.J., Robertson L.A., Kuenen J.G. Competition between heterotrophic and autotropic nitrifiers for amonia in chemostat cultrue, FEMS Microbiol.Ecol.; 102: 109-118 (1993).
25. Tanaka H., Dunn J.J. Kinetics of nitrification using a fluidized sand bed reactor with attached growth, Biotechnol.Bioeng.; 23: 1683-1702 (1981).
26. Surmacz-Górska J., Cichoń A., Miksch K. Usuwanie azotu ze ścieków o wysokim stężeniu azotu amonowego na drodze skróconej nitryfikacji i denitryfikacji, Biotechnologia; 36(1): 52-58 (1997).
27. Littleton HX, Daigger GT, Strom PF, Cowan RM. Evaluation of autotrophic denitrification, heterotrophic nitrification, and PAOs in full scale simultaneous biological nutrient removal sysyems., Wat.Sci.Technol.; 46(1-2): 305-312 (2002).
28. Gupta A.B., Gupta S.K. Simultaneous carbon and nitrogen removal in a mixed culture aerobic RBC biofilm, Wat.Res.; 33(2): 555-561 (1999).
29. Ho CM, Tseng SK, Chang YJ. Autotrophic denitrification via a novel membrane-attached biofilm reactor., Lett.Appl.Microbiol.; 33(3): 201-205 (2001).
30. Ho CM, Tseng SK, Chang YJ Simultaneous nitrification and denitrification using an autotrophic membrane-immobilized biofilm reactor, Lett.Appl.Microbiol.; 35(6): 481-485 (2002).
31. Kurosawa H., Tanaka H. Advances in immobilized cell culture: development of a co-immobilized mixed culture system of aerobic and anaerobic micro-organisms., Process Biochem.; 25: 189-196 (1990).
32. Uemoto H, Saiki H Nitrogen removal by tubular gel containing Nitrosomonas europaea and Paracoccus denitrificans, Appl.Envir.Microbiology; 62(11): 4224-4228 (1996).
33. Cho B.C., Liaw S.L., Chang C.N., Yu RF, Yang S.J., Chlou B.R., Development of a real-time control strategy with artificial neural network for automatic control of a continuous-flow sequencing batch reactor. Wat.Sci.Technol.; 44(1): 95-104, (2001).
34. Yamagiwa, Kazuaki; Yoshida, Masanori; Ito, Akira; Ohkawa, Akira A new oxygen supply method for simultaneous organic carbon removal and nitrification by a one-stage biofilm process, Wat.Sci.Technol.; 37(4-5): 117-124 (1998).
 

© 2024 Grupa INFOMAX